細胞膜作為細胞與周圍環境接觸的介面，能直接與細胞外的物質進行交互作用，進一步將訊號傳遞到細胞內，影響細胞的功能。而細胞膜的特性也因此成為影響細胞功能的重要因素。舉例來說：細胞膜流動性在細胞的生理機能中扮演著要的角色，它參與了細胞附著、移動與分化等等過程的調控。在所有種類的細胞中，細胞膜的特性對幹細胞的分化尤其重要。先前有研究顯示，細胞膜流動性在誘導性富潛能幹細胞（induced pluripotent stem cells，簡稱 iPSC）分化的過程中，會有顯著的改變。該研究團隊指出，在 iPSC 分化前，細胞膜會有硬化（rigidification）的現象 [1]。另有研究發現，在間葉幹細胞（mesenchymal stem cells，簡稱MSC）分化成多種細胞的過程中，細胞膜的組成與性質為決定 MSC 將會分化為何種細胞的重要因素 [2]。儘管這些研究說明細胞膜流動性在幹細胞分化過程中扮演重要角色，目前尚無研究直接測量細胞膜黏度（viscosity）在幹細胞分化過程的改變。
Dr. Kuimova 與她率領的團隊合成出一種新的螢光分子轉子（fluorescent molecular rotors，註一）—BODIPY 1，它能作為直接測量細胞膜黏度的工具，且透過與 FLIM（fluorescence lifetime image microscopy）顯微影像技術的結合，此方法能以非破壞性的方式，探討 MSC 在分化過程中膜黏度的變化。
研究團隊取用由人類脂肪組織中分離出的 MSC，比較經過了 21 天，未分化的 MSC 與分化為成骨（osteogenic）或軟骨（chondrogenic）的細胞，其膜上的黏度差異。
由圖一的結果可以看出在軟骨分化的過程中，與未分化細胞相比，其細胞膜黏度從第 7 天沒有顯著差異，到第 14 及 21 天黏度顯著下降；至於成骨分化，從第 7 天與未分化細胞相比黏度明顯較高，到第 14 及 21 天與軟骨分化有同的
圖一、利用分子轉子 BODIPY 1 的 FLIM 顯微影像分析 MSC 的細胞膜黏度（control 為未分化之 MSC）。
圖片來源：https://doi.org/10.1038/s41598-020-70972-5
先前有研究指出，MSC 的分化會造成細胞膜的重塑，並使得膜上產生各種細胞特有的組成與性質 [3]。由於本篇文章的研究團隊發現了 MSC 分化過程細胞膜黏度的改變，他們進一步利用飛行時間二次離質譜（ToF-SIMS分細膜上的脂質組成。
研究團隊選擇了目前已知與細胞膜黏度相關的脂質進行分析。圖二中的結果顯示，膽固醇（cholesterol）在軟骨分化 MSC 中的含量相較於未分化 MSC 稍微高了點，而其在成骨分化 MSC 中則明顯比未分化低；神經鞘磷脂（sphingomyelin）在兩種分化 MSC 中，相較於未分化者，含量有與膽固醇相反的趨勢；而卵磷脂（phosphatidylcholine）在兩種分化 MSC 中的含量相對於未分化 MSC 則都有下降的趨勢。
圖二、軟骨與成骨分化相較於未分化 MSC 三種不同脂質的比例（*代表與未分化 MSC 相比有顯著差異；#代表與軟骨或成骨分化 MSC 相比有顯著差異）。
圖片來源：https://doi.org/10.1038/s41598-020-70972-5
由於不飽和脂肪酸及其相關衍生物能影響許多種幹細胞的生長與分化，研究團隊因此也分析了三種細胞中不同脂肪酸的含量。由圖三的結果可以大略看出來，雖然相較於未分化 MSC，軟骨與成骨分化 MSC 各類脂肪酸的含量大多差異不顯著，然而整體來說，分化後的 MSC 內所含脂肪酸含量會比未分化高。
圖三、在未分化及軟骨分化、成骨分化 MSC 中各類脂肪酸之含量（*代表與未分化 MSC 相比有顯著差異；#代表與軟骨或成骨分化 MSC 相比有顯著差異）。
圖片來源：https://doi.org/10.1038/s41598-020-70972-5
總結以上結果，分化後的 MSC 相較於未分化者有較低的細胞膜黏度，而這樣的黏度改變可能是由於各類脂質與脂肪酸組成的變化。雖然仍需進行更詳細與縝密的分析才能確認這些組成的改變帶來的意義，本篇研究突破以往應用 BODIPY 時，因水溶性不佳而無法順利將細胞膜染色的限制，使用新合成、水溶性較佳的 BODIPY 1，直接證明了 MSC 分化過程中黏的改變，及黏度改變映了脂體（lipidome）有什麼樣的變化。
[註一] 螢光分子轉子（fluorescent molecular rotors）是一種合成的螢光基團，其激發態的失活大多取決於轉子周圍環境的黏度
Main Article:
Kashirina, A. S., López-Duarte, I., Kubánková, M., Gulin, A. A., Dudenkova, V. V., Rodimova, S. A., Torgomyan, H. G., Zagaynova, E. V., Meleshina, A. V., & Kuimova, M. K. (2020). Monitoring membrane viscosity in differentiating stem cells using BODIPY-based molecular rotors and FLIM. Scientific reports, 10(1), 14063. https://doi.org/10.1038/s41598-020-70972-5
參考文獻：
[1] Matsuzaki, T., Matsumoto, S., Kasai, T., Yoshizawa, E., Okamoto, S., Yoshikawa, H. Y., Taniguchi, H., & Takebe, T. (2018). Defining Lineage-Specific Membrane Fluidity Signatures that Regulate Adhesion Kinetics. Stem cell reports, 11(4), 852–860. https://doi.org/10.1016/j.stemcr.2018.08.010
[2] González-Cruz, R. D., Fonseca, V. C., & Darling, E. M. (2012). Cellular mechanical properties reflect the differentiation potential of adipose-derived mesenchymal stem cells. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 109(24), E1523–E1529. https://doi.org/10.1073/pnas.1120349109
[3] Levental, K. R., Surma, M. A., Skinkle, A. D., Lorent, J. H., Zhou, Y., Klose, C., Chang, J. T., Hancock, J. F., & Levental, I. (2017). ω-3 polyunsaturated fatty acids direct differentiation of the membrane phenotype in mesenchymal stem cells to potentiate osteogenesis. Science advances, 3(11), eaao1193. https://doi.org/10.1126/sciadv.aao1193
關鍵字：膜生物學、膜流動性
撰文｜張乃有
審稿｜李柏萬
